尿酸钠晶体刺激巨噬细胞分泌的因子促进成骨细胞的促炎状态:痛风中骨侵蚀的潜在间接机制

背景

痛风石是一种常见于痛风关节骨侵蚀部位的病变。该痛风石包括一尿酸钠(MSU)晶体的核心，被含有巨噬细胞和其他免疫细胞的软组织包围。既往研究发现，MSU晶体直接降低成骨细胞活力和功能。本研究的目的是确定MSU晶体对成骨细胞的间接巨噬细胞介导的作用。

方法

将MSU晶体培养的RAW264.7小鼠巨噬细胞条件培养基加入到MC3T3-E1小鼠成骨细胞系中。将MSU晶体培养的THP-1人单核细胞系的条件培养基添加到原代人成骨细胞(HOBs)中。von Kossa染色评价基质矿化程度。real-time PCR检测基因表达，酶联免疫吸附法检测分泌因子浓度。

结果

在成骨培养基中培养13天的MC3T3-E1细胞中，成骨细胞标志物基因的表达Col1a1，Runx2，Sp7，Bglap，Ibsp,Dmp1MSU晶体刺激RAW264.7巨噬细胞的条件培养基抑制。MC3T3-E1培养第21天矿物染色证实其抑制成骨细胞分化。在HOB培养中，与MSU晶体刺激THP-1单核细胞条件培养基孵育20 h对成骨细胞基因表达的影响不太一致。环氧合酶-2、IL-6编码基因表达及促炎介质PGE的分泌₂MSU晶体刺激的巨噬细胞/单核细胞条件培养液诱导MC3T3-E1和hob诱导IL-6。但抑制环氧化酶-2活性和PGE₂hob的分泌表明该途径在介导MSU晶体在hob中的间接作用中不起主要作用。

结论

MSU晶体刺激的巨噬细胞分泌的因子减弱成骨细胞分化，并诱导成骨细胞表达和分泌促炎介质。我们认为，关节骨侵蚀影响痛风的结果，MSU晶体的直接和间接影响的组合。

骨损伤是痛风的一个常见后果。tophus是一种组织良好的结构，由一钠尿酸盐(MSU)晶体的核心组成，被含有先天和适应性免疫细胞(尤其是巨噬细胞)的软组织包围[1］．痛风骨损害是由骨-痛风界面骨重塑不平衡所致。骨-骨界面处的骨侵蚀是由破骨细胞过度吸收导致的，而破骨细胞的过度吸收没有充分平衡成骨细胞的骨形成，而异常的成骨细胞活动可能会推动新骨形成，导致硬化和骨刺形成[2，3.］．

利用痛风患者关节样本的体外模型和组织学分析，研究了骨损伤的机制。对大鼠和人的成骨细胞系和原代成骨细胞的研究发现，MSU晶体降低成骨细胞的存活率和分化[4］．骨侵蚀影响关节的组织学分析显示MSU晶体与骨细胞直接接触或由炎症组织边缘与骨分离[5］．该组织中大量巨噬细胞，MSU晶体刺激巨噬细胞分泌多种可能影响骨细胞的促炎因子[6］．在之前的研究中，我们测试了巨噬细胞介导的MSU晶体对骨细胞的影响，发现MSU的条件培养基刺激巨噬细胞促进骨细胞功能的转变，有利于骨吸收和炎症[5］．

MSU晶体对成骨细胞的间接作用尚未被研究。成骨细胞的活动是产生骨关节受痛风影响的特征骨表型的核心，可能是由痛风石产生的直接和间接作用的组合。本研究的目的是通过两个体外模型系统:MC3T3-E1小鼠成骨细胞系和人原代成骨细胞(HOBs)，来确定MSU晶体间接的巨噬细胞介导的成骨细胞表型。

实验设计

本研究采用了两个实验系统。第一组使用两种小鼠细胞系:RAW264.7巨噬细胞和MC3T3-E1成骨细胞，在MSU晶体刺激的巨噬细胞释放可溶性因子的存在下模拟成骨细胞分化。第二个系统使用人THP-1单核细胞系和hob来模拟MSU晶体对分化成骨细胞的间接影响。

msu刺激条件培养基的制备

如前所述，用尿酸重结晶法制得无内毒素MSU晶体[7］．采用RAW264.7小鼠巨噬细胞系(ATCC, Manassas, USA)制备MSU晶体刺激条件培养基，研究MSU晶体对小鼠MC3T3-E1成骨细胞的间接作用。RAW264.7细胞接种于1 × 10孔的24孔板中⁶细胞/。次日，培养基改为含l -谷氨酰胺和核苷的α-MEM，添加2.5%热灭活胎牛血清和2.5%热灭活新生牛犊血清。添加浓度分别为0.1、0.3和0.5 mg/mL的MSU晶体，对照组培养不添加MSU晶体。利用人单核细胞THP-1 (ATCC, Manassas, USA)制备MSU晶体刺激条件培养基，研究MSU晶体对人原代成骨细胞培养的间接作用。THP-1细胞接种于24孔1.5 × 10孔板中⁶细胞/良好的RPMI和10%的胎牛血清。次日刷新培养基，分别加入0.3、0.5 mg/mL的MSU晶体。对照培养不补充MSU晶体。从RAW264.7细胞和THP-1细胞孵育24小时后收集所有条件培养基样品，通过0.2-μm过滤器去除残留的MSU晶体。MSU晶体的缺失被偏振光显微镜证实。

MC3T3-E1可行性

MC3T3-E1细胞在含0.1% BSA的αMEM中培养24小时。更新培养基，加入0、0.1、0.3和0.5 mg/mL MSU晶体刺激RAW264.7细胞的条件培养基，浓度为最终体积的40%。为了测定细胞在培养24小时和48小时时的活力，细胞与alamarBlue®试剂(Life Technologies)孵育6小时，使用Synergy 2多检测微孔板阅读器(BioTek Instruments Inc.， Winooski, VT)测量荧光。

MC3T3-E1成骨细胞的分化

MC3T3-E1细胞接种于5 × 10孔板中⁴添加10%胎牛血清和1 mM丙酮酸钠的MEM细胞/孔。当细胞融合后，培养基改为含15%胎牛血清的αMEM、50 μg/mL l -抗坏血酸2-磷酸(AA2P)和10 mM β-磷酸甘油。以最终体积的40%加入RAW264.7 MSU晶体刺激细胞和控制细胞的条件培养基。在加入MSU晶体刺激培养基前(第0天)和第1、6、13天，收集细胞和培养基样本，进行基因表达和分泌因子测量。媒体每周更换两次。第6天和第13天采集的样品在收获前48 h更换培养基。MC3T3-E1细胞培养21天后测定矿物质形成，使用von Kossa染色法对矿物质进行染色。

人原代成骨细胞培养

采集人骨样本经新西兰卫生和残疾伦理委员会批准(HDEC批准号为。NTX / 05/06/058)．所有研究参与者均提供书面知情同意书。

采用Robey和Termine [8］．为了研究MSU晶体对hob的间接影响，将细胞接种在5 × 10孔的6孔板中⁴DMEM中加入5% FBS和10µg/mL AA2P。次日培养基改为含0.1% BSA的DMEM和10µg/mL AA2P。第二天刷新培养基，加入MSU晶体刺激THP-1细胞的条件培养基和对照培养基，体积为最终体积的40%。在加入THP-1条件培养基前，收集细胞和培养基，孵育2小时和20小时。为了研究COX-2激活在hob中MSU晶体间接作用中的作用，在THP-1细胞条件培养基加入前，在hob中加入1 μM COX-2选择性抑制剂(SC-236, Sigma-Aldrich) 1 h。在控制井中添加了等量的SC-236运载工具DMSO。

基因表达分析

使用RNeasy迷你试剂盒(QIAGEN Pty Ltd, Melbourne, VIC, Australia)提取RNA，并使用QIAGEN Pty Ltd (RNase-free DNase)去除基因组DNA。用Superscript III (Thermo Fisher Scientific)合成互补DNA。采用TaqMan™基因表达分析(Life Technologies)进行多重实时荧光定量PCR，以fam标记的靶基因和vic标记的18S核糖体RNA作为内源性对照。2^−ΔΔCt方法计算基因表达的相对水平。

分泌因子定量

采用酶联免疫吸附法(ELISA)检测RAW264.7细胞、MC3T3-E1细胞、THP-1细胞和hob细胞分泌的因子浓度。小鼠和人类细胞因子的测定均购自R&D Systems和PGE₂ELISA试剂盒购自开曼化学公司。按照制造商的方案进行分析。

统计分析

数据分析使用GraphPad Prism软件(v 9.2.0, GraphPad Software，圣地亚哥，美国)。对于所有实验，数据汇集在3到5个生物重复。在使用hob的实验中，来自不同患者的细胞被用于每个生物重复。以对数表示的数据被转换成对数₁₀之前的分析。数据分析采用单向或双向方差分析(ANOVA)，并采用事后Dunnett 's或Sidak 's多重比较检验。

MSU晶体刺激RAW264.7巨噬细胞条件培养基不影响MC3T3-E1细胞活力

增加MSU晶体浓度，将RAW264.7巨噬细胞孵育24小时，制备用于研究MSU晶体间接介导巨噬细胞对骨细胞作用的条件培养基。促炎介质PGE的浓度₂MSU晶体培养的RAW264.7巨噬细胞培养液中TNF-α升高(图2)。1a).在0.5 mg/mL MSU晶体存在时，分泌PGE的浓度₂TNF-α的浓度分别比对照高约10倍和60倍。IL-1β在RAW264.7细胞条件培养基中以很低的浓度存在，在MSU晶体刺激下保持低浓度(数据未显示)，而IL-6未检测到。

为了研究MSU晶体对成骨细胞活力的间接影响，我们将0、0.1、0.3、0.5 mg/mL MSU晶体孵育的RAW264.7细胞条件培养液加入MC3T3-E1细胞培养中。经alamarBlue®在培养24 h和48 h时测定，条件培养基不影响MC3T3-E1的活力(图3- 1)。1b)。

MSU晶体刺激RAW264.7巨噬细胞条件培养基抑制MC3T3-E1细胞成骨分化

用0、0.1、0.3、0.5 mg/mL MSU晶体培养RAW264.7细胞的条件培养基培养13天的MC3T3-E1细胞，检测其基因表达(图2)。2a).早期成骨细胞标志物的表达Runx2，Sp7(osterix),Col1a1晚期成骨细胞标记物Bglap(骨钙素),Dmp1(牙本质基质酸性磷蛋白1)和Ibsp(整合素结合唾液蛋白)与对照组细胞相似，与0.1 mg/mL MSU晶体刺激RAW264.7细胞的条件培养基孵育的细胞相似。与此相反，高浓度MSU晶体培养RAW264.7细胞的条件培养基可以抑制所有6个基因的表达。在添加条件培养基一天后，这些培养中骨标记基因的表达已经显著降低，并在13天的潜伏期中保持低水平。

矿物染色还显示了MSU晶体刺激条件培养基对成骨分化的有效抑制作用。在成骨培养基中培养21天的MC3T3-E1细胞，通过von Kossa染色可以在对照培养中看到矿物的形成，但在0.1 mg/mL MSU刺激的RAW264.7细胞条件培养基中，矿物的形成大大减少，而在RAW264.7细胞条件培养基中，与更高浓度的MSU晶体孵育(图)。2b)。

MSU晶体刺激RAW264.7巨噬细胞条件培养基抑制OPG的表达和分泌，但诱导MC3T3-E1细胞的促炎介质的表达和分泌

的表达Tnfrsf11b直到第6天，所有MC3T3-E1培养物的OPG值相似，但在第13天，用0.3和0.5 mg/mL MSU晶体刺激RAW264.7细胞的条件培养基培养MC3T3-E1的OPG值大约降低了8倍(图)。3.a).在0.3和0.5 mg/mL MSU晶体刺激RAW264.7细胞的条件培养基中，MC3T3-E1分泌的OPG蛋白浓度也显著降低，在第6天和第13天，OPG浓度分别降低了约2倍和3倍。的表达Tnfsf11(RANKL)在MC3T3-E1细胞中未检测到。的表达式白细胞介素6在0.3或0.5 mg/mL MSU晶体刺激RAW264.7细胞的条件培养基中，MC3T3-E1细胞的基因和IL-6的分泌量增加了600倍以上(图2)。3.b).的表达式Ptgs2(编码环氧化酶-2,COX-2)和COX-2通路的最终产物前列腺素- e2 (PGE)的分泌₂)，在与这些条件培养基制剂孵育的MC3T3-E1中升高20倍以上(图。3.c).这两个基因的表达和促炎介质的分泌迅速增加，并在整个实验中保持高水平，直到第13天。

来自MSU晶体刺激THP-1单核细胞的条件培养基对成骨细胞标记基因的表达有一定的影响，但增加了人原代成骨细胞中促炎介质的表达

利用人外周血单核细胞系THP-1制备MSU晶体刺激条件培养基，研究MSU晶体对hob的间接作用。THP-1培养基培养20 h后分析发现，0.5 mg/mL MSU晶体增加了促炎介质IL-1β和TNF-α的分泌浓度，而PGE₂浓度与对照培养物相似(图3)。4)．在这些培养的条件培养基中未检测到IL-6。

用MSU晶体刺激THP-1单核细胞的条件培养基培养HOBs，在0、2和20 h检测基因表达。的表达COL1A1而且IBSPmsu刺激的条件培养基和对照组孵育hob的结果相似(图3)。5一个)。BGLAP在msu刺激的条件培养基中，细胞在2和20 h时(骨钙素)的表达分别降低约2倍和3倍。MSU晶体刺激条件培养液在2 h时对OPG和RANKL编码基因有一定的抑制作用，但在20 h时，0.5 mg/mL MSU条件培养液对RANKL的表达略高于对照组。

基因的表达IL1B，白细胞介素6,PTGS2加入条件培养基后，hob迅速增加，并在2h时间点达到峰值(图2)。5b). 20 h时，IL1B，白细胞介素6,PTGS2在对照组中下降，在MSU晶体刺激条件培养基中显著升高。在0.5 mg/mL MSU刺激的细胞条件培养基中，表达IL1B而且白细胞介素6大约是对照组的20倍PTGS2大约是对照组的十倍。

IL-6、PGE浓度₂加入MSU晶体刺激THP-1条件培养基后，hob分泌的OPG增加(图1)。6)．20 h, IL-6、PGE浓度₂在HOBs培养的培养基中，与对照组相比，在0.5 mg/mL MSU晶体刺激条件培养基中，OPG分别提高了约25-、6-和2倍。检测到极低浓度的IL-1β和TNF-α，可能来自THP-1条件培养基(图S1，附加文件)1)．

COX-2的激活在hob对MSU晶体刺激THP-1细胞条件培养基的反应中并不起主要作用

在之前的研究中，我们发现抑制COX-2可以抑制MSU晶体刺激RAW264.7巨噬细胞条件培养基诱导的MLO-Y4骨细胞的炎症反应[5］．在这里，我们已经证明了MSU晶体刺激THP-1细胞的条件培养基诱导编码COX-2基因的表达和PGE的分泌₂从滚铣刀。这暗示了PGE的潜在作用₂作为hob对MSU晶体间接响应的自分泌介质。为了验证这种可能性，在加入MSU晶体刺激THP-1细胞的条件培养基1小时之前，将COX-2选择性抑制剂SC-236加入HOB培养基中。基因表达的增加TNFSF11(RANKL)和白细胞介素6经MSU晶体刺激的THP-1细胞在20 h时被COX-2抑制，而表达TNFRSF11B(功能),IL1B,PTGS2(COX-2)不随COX-2抑制而改变(图。7a). SC-236抑制PGE的分泌₂从hob与MSU晶体刺激条件培养基或控制条件培养基孵育(图。7b).然而，COX-2抑制不影响hob中IL-6的分泌。

研究表明，巨噬细胞在MSU晶体刺激下分泌的可溶性介质影响成骨细胞的基因表达和因子分泌。以小鼠细胞系为基础，利用MSU晶体刺激巨噬细胞释放的可溶性因子来模拟成骨细胞分化。msu刺激的RAW264.7巨噬细胞条件培养基能有效抑制MC3T3-E1细胞的成骨分化，表现为降低成骨细胞标志物基因表达和抑制基质矿化。第二套系统基于人类THP-1单核细胞系和初级hob，用于模拟石内MSU晶体对分化成骨细胞的影响。在该系统中，成骨细胞标记基因的抑制不一致。在两个实验系统中，MSU的条件培养基刺激巨噬细胞/单核细胞增加了成骨细胞中促炎因子的表达和分泌。

为了制备我们研究中使用的条件培养基，巨噬细胞/单核细胞系与MSU晶体单独孵育，不添加炎症刺激物。NLRP3炎症小体的激活和随后的IL-1β的释放是痛风发作期间MSU晶体急性炎症反应启动的关键步骤[9，10］．因此，在构建模拟痛风发作的体外系统时，将MSU晶体添加到含有脂多糖或12-肉豆酸13-醋酸弗波的巨噬细胞中[11，12］．然而，在目前的研究中，我们的目标是在痛风而不是急性耀斑中模拟成骨细胞的细胞外环境。痛风石不是急性炎症，研究大多发现无症状痛风石持续的低级别炎症[9，13］．因此，我们认为，我们的实验系统代表了一个相关的体外模型，以检测MSU晶体对石痛风成骨细胞间接的巨噬细胞介导的影响。

0.3 mg/mL或0.5 mg/mL MSU晶体刺激RAW264.7细胞的条件培养液可抑制其表达Runx2，Sp7,Col1a并阻断了晚期成骨标志物表达的特征性增高Dmp1，Bglap,Ibsp在MC3T3-E1细胞。MC3T3-E1细胞对基质矿化也有抑制作用。对基质矿化的抑制与基因表达谱基本一致，但在RAW264.7细胞中生成0.1 mg/mL MSU的条件培养基能有效抑制基质矿化，且不影响基因表达。可能在这些培养条件下，基质矿化所需的额外因素(本研究中未测量到)没有充分产生。之前的一项研究调查了MSU晶体对MC3T3-E1细胞的直接作用，发现了类似的抑制成骨细胞标记基因和基质矿化[4］．在本研究中，我们还确定了COL1A1，IBSP,BGLAP用MSU晶体刺激THP-1单核细胞的条件培养基短时间孵育hob。在本实验系统中，只有BGLAP在MSU晶体刺激条件培养基中，表达量低于对照组。Bouchard等人研究了MSU晶体对hob的直接影响[14］．对0.3 mg/mL MSU晶体中hob分泌的蛋白进行分析发现，碱性磷酸酶和骨钙素浓度分别降低到对照培养的72%和58%。综上所述，这些结果表明，在受石痛风影响的关节中，MSU晶体通过直接和间接机制对成骨细胞功能产生负面影响。

我们研究了MSU晶体对成骨细胞中表达的OPG和RANKL的间接影响，这两种蛋白是破骨细胞形成和骨吸收的关键调节因子。RANKL与破骨细胞前体细胞上表达的受体RANK结合，可促进破骨细胞分化，而OPG则是一种诱变受体，能结合RANKL抑制破骨细胞分化[15］．确定痛风患者中OPG和RANKL循环浓度的研究发现，这两种调节蛋白之间存在不平衡，可能与痛风中的骨侵蚀有关[16，17，18］．在我们的研究中，与MSU晶体刺激的巨噬细胞/单核细胞条件培养基孵育后，长期培养的MC3T3-E1细胞中OPG基因表达和分泌蛋白的浓度降低，而在HOB短期培养中分泌的OPG浓度增加。两种培养体系中OPG反应的不同可能与所使用的成骨细胞的性质有关:第一种培养体系使用体外诱导分化的早期成骨细胞，第二种培养体系使用从人骨小梁中获得的成熟成骨细胞。OPG浓度降低导致骨吸收增加，这可能与痛风影响关节的骨侵蚀有关，而OPG浓度的增加可能有助于典型骨结构的形成，或代表了一种在骨吸收过度的环境中恢复正常骨代谢的代偿机制。与之前的报道一致，RANKL在MC3T3-E1细胞中不表达[19］．RANKL仅在hob的基因表达分析中检测到，在MSU晶体刺激THP-1单核细胞的条件培养液中，其表达比对照组高2倍。在之前的研究中，MSU晶体对RANKL的间接影响是在MLO-Y4骨细胞系中测定的，用0.5 mg/mL MSU晶体刺激RAW264.7细胞的条件培养基孵育，使RANKL基因表达增加了大约6倍[5］．在MLO-Y4细胞中，OPG基因表达仅被短暂抑制，而OPG蛋白分泌未发生变化。尽管来自体外研究和相关分析的结果表明，RANKL/OPG平衡的破坏在痛风骨侵蚀的发展中具有潜在的作用，但到目前为止，还没有直接的临床证据支持这一作用。

影像学和病理学研究已经证实痛风石与痛风关节的骨侵蚀密切相关[3.，20.］．最近的一项研究发现，两种痛风石成分的大小，尿酸晶核和周围的炎症软组织，与骨侵蚀独立相关[21］．这些发现表明，更好地理解痛风石内及其周围的炎症环境有助于识别痛风骨侵蚀的机制。在我们研究中使用的单核细胞谱系中，MSU晶体直接刺激PGE₂RAW264.7细胞分泌TNF-α， THP-1细胞分泌IL-1β和TNF-α。虽然目前的研究没有确定，但先前的研究表明，单核/巨噬细胞中最可能介导这些炎症因子产生增加的信号通路是NF-kappa B、C/EBP beta (CCAAT/增强子结合蛋白beta)和C - jun [22，23］．COX-2也被IL-1α和IL-1β激活，这一机制可以促进PGE的产生₂［24，25，26］．我们发现MSU晶体增加了THP-1细胞中IL-1β的表达，而RAW264.7细胞中没有。目前的研究没有确定IL-1α的浓度，我们不能排除IL-1α在介导MSU晶体在成骨细胞中的间接作用中的潜在作用。分泌的铂族元素₂和来自RAW264.7细胞和人外周血单个核细胞的TNF-α对MSU晶体的反应之前已经有报道[5，27］．在体内，石痛风石的细胞成分特征表明巨噬细胞不断被募集到石痛风石中，单核和多核巨噬细胞存在于MSU晶体核心周围的软组织中[1，6］．tophus中大量的细胞表达COX-2酶[5]和炎性细胞因子IL-1β [1和TNF-α [6］．骨细胞是痛风关节炎症介质的另一个潜在来源。在我们的研究中，MSU晶体刺激的单核/巨噬细胞条件培养基诱导COX-2和IL-6编码基因的表达和PGE的分泌₂和IL-6从MC3T3-E1细胞和hob。骨细胞MLO-Y4对MSU晶体也有类似的间接反应。在这些细胞中，MSU晶体刺激RAW264.7巨噬细胞的条件培养基诱导PGE的分泌₂， TNF-α和IL-6 [5］．关于成骨细胞谱系对MSU晶体的直接反应的研究发现了PGE的刺激₂hob中IL-6和IL-8的表达[14]，而在MLO-Y4细胞中，MSU对炎症基因表达没有直接影响[5］．在我们的研究中，在单核细胞中直接受到刺激，在成骨细胞中间接受到刺激的促炎介质均可影响破骨细胞和成骨细胞。TNF-α， IL-6和PGE₂刺激破骨细胞形成和骨吸收，特别是在病理情况下[28，29，30.］．铂族元素₂IL-6也能刺激成骨细胞分化和骨形成[31，32]，而TNF-α抑制这些过程[33，34］．在痛风石周围的细胞外环境中，促炎介质浓度的增加可能导致骨重塑的不平衡，从而导致骨侵蚀和异常的骨形成。

我们使用COX-2选择性抑制剂SC-236来检测PGE是否₂hob在MSU晶体刺激THP-1细胞的条件培养基中分泌，以自分泌的方式诱导hob出现的变化。我们选择研究COX-2激活的作用，因为我们之前已经表明，抑制COX-2可以降低骨细胞MLO-Y4中MSU晶体的间接作用，而TNF-α抑制则没有影响[5］．如预期的那样，SC-236抑制了PGE₂从滚铣刀分泌。然而，它只是部分抑制了激活白细胞介素6而对IL-6的分泌没有影响，这表明COX-2的激活并不是介导这种反应的核心机制。COX-2激活可能在骨细胞中发挥更重要的作用，在MLO-Y4细胞中类似的实验发现COX-2抑制强烈抑制IL-6的诱导分泌[5］．

我们的研究有几个局限性。我们没有对单核/巨噬细胞条件培养基中发现的所有分泌因子对成骨细胞作用的特异性贡献进行分析。在未来的研究中，TNF-α抑制剂、EP4受体拮抗剂是介导PGE的主要受体₂成骨细胞的活性[25]，以及IL-1受体拮抗剂anakinra可以确定TNF-α、PGE的作用₂MSU晶体巨噬细胞中IL-1介导的成骨细胞作用。这是一项体外研究的事实可以被认为是与我们的研究结果的临床相关性有关的另一个限制。然而，本研究中涉及的研究问题源于糜破性痛风患者临床样本的观察。具体来说，痛风影响关节的组织学分析显示MSU晶体、富含巨噬细胞的痛风石组织和骨侵蚀区域的存在，为我们的研究提供了临床背景。

综上所述，MSU晶体刺激的巨噬细胞分泌的因子减弱成骨细胞分化，并诱导成骨细胞表达和分泌促炎介质。我们的研究结果表明，MSU晶体的直接和间接作用共同导致了痛风引起的关节紊乱的骨重塑和骨侵蚀。先前的一项研究表明，尿酸晶核和周围的痛风石炎症软组织与骨侵蚀独立相关，支持痛风石在骨中具有直接和间接双重作用的概念。

本研究中所使用和分析的数据集，可根据合理要求从通讯作者处获得。

Nil。

该项目由奥克兰医学研究基金会(1115015)资助。资助机构没有参与研究的设计和数据的收集、分析和解释，也没有参与手稿的撰写。

作者和联系

1. 奥克兰大学医学与健康科学系，新西兰奥克兰格拉夫顿公园路85号

   Dorit Naot, Bregina Pool, Ashika Chhana, Jillian Cornish和Nicola Dalbeth

2. 新西兰奥克兰大学外科

   Ryan Gao和Jacob T. Munro

贡献

ND(担保人)对研究的工作和进行承担全部责任，有权访问数据，并控制发表的决定。研究方案设计:DN、BP、AC、JC和ND。研究数据的获取:BP, RG, JTM。数据分析:DN、BP、AC。数据解读:DN、BP、AC、JC、ND。起草稿件:DN、BP、AC、ND。稿件最终审稿:所有作者。

相应的作者

对应到尼古拉Dalbeth．

伦理认可和同意参与

采集人骨样本经新西兰卫生和残疾伦理委员会批准(HDEC批准号为。NTX / 05/06/058)．所有研究参与者均提供书面知情同意书。

同意出版

不适用。

相互竞争的利益

Nicola Dalbeth从阿斯利康、Dyve Biosciences、Horizon、安进、Selecta、Arthrosi、JW制药公司、PK Med、PTC Therapeutics、Protalix、Cello Health、Abbvie和Janssen获得过咨询费、演讲费或资助。其他作者宣称他们没有利益冲突。

出版商的注意

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